植物組培快繁技術培訓

❶ 植物組培快繁技術的圖書目錄

緒論001
一、植物組培快繁技術的概念001
二、植物組培快繁的理論依據002
三、植物組培快繁體系的形成002
四、植物組培快繁的培養程序004
五、植物組培快繁技術的應用004
第一章 植物組培快繁實驗室007
第一節 組培快繁實驗室的設置007
一、實驗室的設置要求007
二、實驗室的組成008
第二節 植物組培快繁常用儀器設備010
一、電子分析天平和托盤天平010
二、高壓滅菌鍋012
三、烘箱012
四、酸度計012
五、超凈工作台013
六、光照培養箱013
七、電蒸餾水器013
八、其他儀器設備014
第三節 必要的器皿及器械014
一、玻璃器皿014
二、金屬器械015
【本章小結】016
【思考題】016
[技能訓練1-1]參觀植物組培快繁
實訓室016
第二章 培養基及其配製018
第一節 培養基的種類018
第二節 培養基的成分及作用019
一、無機營養物019
二、有機營養成分019
三、植物生長調節物質020
四、瓊脂021
五、活性炭021
第三節 常用培養基的配方及其特點021
一、幾種常用培養基的配方021
二、幾種常用培養基的特點025
第四節 培養基的選擇026
第五節 培養基的配製027
一、母液的配製和保存027
二、培養基配製程序029
【本章小結】030
【思考題】030
[技能訓練2-1]MS培養基母液的配製030
[技能訓練2-2]固體培養基的配製032
第三章 無菌技術034
第四章 外植體的初代培養045
第五章 繼代增殖培養057
第六章 試管苗的生根與移栽067
第七章 植物脫毒技術082
第八章 組培苗工廠化生產095
第九章 植物組培快繁技術實例113
附錄
參考文獻175
……

❷ 在植物組織培養中，微生物污染的途徑主要有哪些

防止污染的主要措施是：

(1 )改善環境條件。接種室與培養室要定期做好消毒與凈化，接種前工作台或接種箱要開紫外燈30min以上。培養室的相對濕度應控制在70％左右，相對濕度太高時可以用抽濕機抽濕。

（2）接種人員的培訓很關鍵，應嚴格執行無菌操作，對接種中所需的工具，必須經嚴格滅菌後才能使用。在超凈工作台的操作區內，不要放入過多的待用材料，避免氣流被擋住。還要定期檢查超凈工作台的工作質量[8]。
(3 )嚴查接種材料。淘汰被真菌與細菌污染的接種材料。

（4）經常檢查消毒鍋的滅菌質量，若發現問題要立即檢修。消毒鍋的壓力表降到零後不能馬上出鍋，因冷熱空氣作用產生的負壓效應，使外界環境的冷空氣倒吸入已滅菌的培養瓶內引起真菌污染，為避免該現象的發生，消毒後培養瓶應待鍋內稍冷卻後才出鍋[9]。

（5）檢查培養容器是否存在問題。培養容器封口多用塑料蓋、膠塞、棉塞、薄膜等，塑料蓋用久了易老化，密封性差，也會造成污染。林盛等配製了一種「4號消毒液」對培養瓶瓶口進行消毒處理，可以把培養基污染率控制在0.3％以下[10]。
3 繼代培養中污染的防治
初始階段所獲得的無菌材料理論上是無菌的，但在後期或繼代培養中也會出現污染，這除了操作不慎帶菌外，繼代材料在培養室也可能被蟎傳播的真菌污染。這類污染可從兩方面防止：（1）擴大繁殖時應有合理的程序。在獲得了最初的無菌培養物之後應將其中一部分作為「原種」保存起來，分批繁殖和復檢後再提供給大規模生產。（2）可通過在培養基中加入抗菌劑來防止[3]。許婉芳等將多菌靈用於金線蓮組織培養的抑菌促生長，效果明顯優於甲霜靈、甲基托布津及混合物，在含有多菌靈的培養基中生長的金線蓮，不受微生物污染，滅菌率達100%，無白化苗，苗健壯[11]。

對植物中的內生細菌，由於它潛伏得較深，表面消毒方法無法將其消除，有時在外植體的初期培養中，包括前幾代的繼代培養，往往在培養基上不易被肉眼察覺，隨著繼代次數增加，菌量逐漸累積發展，才在培養基上顯現出來[12]。黃小榮等則認為植物組培中細菌污染的原因是休眠細菌芽孢萌發的結果[13]。可以通過在培養基中添加抗菌素、莖尖培養、降低PH值等措施防止和減少細菌等內生菌污染。

王亦菲等在彩色海芋快速繁殖至4～5代時，添加200mg/L的青黴素GK，能有效抑制內生菌的生長，且不影響繁殖系數[14]。翟建中等在長春蔓的組織培養中，對了抑制內生細菌 Xanthomonas sp.，使用鏈黴素的作用大於慶大黴素和頭孢唑林鈉，培養基中同時使用二種抗菌素，有利於防治細菌的抗葯性，能較長時期地控制細菌污染的發展，但鏈黴素劑量增高，會對植物產生毒性[15]。

在培養基中添加抗菌劑，選擇合適的濃度非常關鍵，濃度低了效果差而濃度高又容易對植物產生毒害，影響增殖或使培養的材料變黑，出現死苗、白化苗等。兩種或兩種以上的抗生素結合使用可以防治細菌的抗葯性。抗生素和多菌靈等一般不耐高溫，需要採用過濾滅菌，在生產中添加起來很不方便，而苯甲酸鈉、山梨酸鉀、丙酸鈉等常用作食品中的防腐劑，能耐高溫高壓，在組培生產中使用比較方便。

植物材料中的內生菌也可採用反復莖尖培養的方法來脫除。因為致病菌在植物體內的分布是不均勻的，通過維管束傳播，莖尖分生組織是不帶菌的，通過反復的莖尖培養既可脫除內生菌又可脫病毒。

除了歐文氏菌屬外，大多數細菌在介質PH小於4.5時不能生長。在紫苑屬、鳶尾屬、薔薇屬植物組織培養中，將培養基的PH值由5.8調至3.9～4.3，可防止大量的細菌污染[7]。胡慶等用低PH值（3.10）水培並改善容器通氣條件，能使嚴重細菌污染的綠巨人團塊正常增殖，對單株的生長無害，可生根的苗的比例比常規固培要高，基本解決了遭嚴重細菌污染後仍能帶菌生產的問題[16]。

對已污染的培養物，有時因植物材料難得或重新發生要花費很多時間，也可切取較大的植株重新消毒接種。李春燕等用400或600萬單位/L的青黴素無菌水溶液分別浸泡銀白楊組培細菌污染苗60min或40min，可有效防治組培中的細菌污染。經處理過的苗繼代培養時，不再重復出現細菌污染現象，且苗分化能力強，生根培養時，根系發達，移栽成活率高[17]。李穎等的實驗研究證明，如果繼代培養中只有真菌污染，採用3%的多菌靈無菌液浸泡0.5h以上即可，用無菌水沖洗後接種或不用無菌水沖洗直接接種都可消除真菌污染。如果在細菌污染和細菌、真菌同時污染的情況下，可採用 HgCl2消毒法，把污染的培養苗切割成較長的莖段作外植體，用自來水沖洗0.5h，再在超凈工作台上用乙醇和HgCl2進行短時間的處理即可再度建立無菌苗培養體系[18]。

4 減少培養基中的有機成分
培養基中有機物的存在是污染產生的重要原因，去除有機物也是減少污染的一條途徑。宋鋒惠等在阿月渾子的組織培養中，除去培養基中的VB1、VB6、煙酸等（保留肌醇）有機成分，經 2～3代培養後，能抑制細菌生長，對叢生芽生長增殖沒有影響。原因是這些都是某些細菌生長的必需物質，除去這些有機物後，細菌無法生長發育，逐漸死亡減少[19]。由日本的古在豐樹教授首創的植物無糖組培快繁技術則完全除去了培養基中的有機成分，輸入可控制量的CO2氣體作為碳源，並通過控制環境因子，促進植株光合作用速率，使之由異養型轉變為自養型，因而植株長勢良好，污染率明顯降低[20]。由於去除了糖，組培苗由玻璃瓶內培養改為箱式大容器培養，也可以整個培養室作為培養容器，甚至不需要嚴格的無菌操作，也極少污染，這項技術至少在許多植物組培苗的促根階段應用是十分成功的。
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口罩的阻塵效率的高低是以其對微細粉塵，尤其對 2.5微 米以下的呼吸性粉塵的阻隔效率為標准。因為這一粒徑的粉塵能直接入肺泡，對人體健康造成的影響最大。紗布口罩，其阻塵原理是機械式過濾，就是當粉塵沖撞到紗布時，經過—層層的阻隔,將一些大顆粒粉塵阻隔在沙布中。對於一些微細粉塵，尤其是小於2.5微米的粉塵，就會從紗布的網眼中穿過去，進入呼吸系統。防塵口罩，其濾料活性炭纖維氈墊或無紡布組成，那些小 於 2.5微米的呼吸性粉塵在穿過此種濾料的過程中。

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可以的。
植物都可通過植物組培快繁技術進行繁殖。
因為離體的植物器官、組織或細胞具有細胞的全能性，在特定條件下可形成新植株，如植物組織培養技術。

❹ 植物組培快繁有那些程序

配製培養基----培養基\器皿\用具滅菌----外植體消毒---接種----繼代培養
具體的可以和我聯系,[email protected].願意互相學習.

❺ 業余愛好，想在家研究植物組織培養技術，需要哪些必備的設備和化學試劑

有菌條件下的創新植物組培技術簡介

一、 有菌環境組培的概念
在有菌環境條件下，取植物體的一部分，接種在人工製造的抑菌培養基上，在人工控制的環境條件下培養，使其按照人們的意志方向發展，不斷增殖，生根，形成完整植株的生產過程，稱為有菌環境下組培技術，簡稱有菌環境組培。
二、 有菌環境組培的特點
1、 設備簡化、投資少
傳統組培設備的配套，一切都圍繞著「無菌」二字，要求用品高壓滅菌，無菌操作接種和無菌環境培養，而要達到「無菌」，設備投資大，技術要求嚴。創新有菌環境組培，由於在培養基中添加了安全高效抗菌劑，可在有菌環境條件下，接種、培養，省去了投資比例較大的高壓滅菌鍋和超凈工作台。由於培養基不需要高壓滅菌，所以培養瓶選擇范圍很寬，如利用一次性口杯做培養瓶，每瓶僅需0.1元左右。
2、 操作簡便、效率高
有菌環境組培操作，從外植體至生根苗出瓶採用不同的安全高效抗菌劑，完成培養瓶消毒、抗菌培養基製作，外植體消毒，有菌環境條件下接種、培養，操作簡便，工作效率提高3－4倍。
3、 工藝簡單、易推廣
在傳統的組織培養中，嚴格的無菌環境、無菌操作、無菌培養成為必備條件，也使該技術成為投資大、成本高、難以普及的主要原因。創新有菌環境組培目標是面向廣大農村和農民，所以把復雜繁瑣的傳統組培過程簡化為：清洗培養瓶--浸泡瓶滅菌--配製培養基—分裝冷凝- ---外植體消毒、接種、繼代、生根—培養室培養養—瓶苗移栽--管理煉苗;
三、 有菌環境組培葯品及設備配置
1、 葯品
大量元素、微量元素、鐵鹽、有機物、植物生長調節劑、安全高效抗菌劑——『S105』、『S106』、『S107』，75%酒精、鹽酸、氫氧化鈉、自來水、白糖、瓊脂等。
2、 設備
普通房間、塑料筒、塑料盆、各種類型洗瓶刷、小瓷盤或不銹鋼盤、葯棉、垃圾桶、普通桌椅、電飯煲、簡易接種箱、空調機、培養架、1‰天平、醫用解剖剪、手術刀、鑷子、塑料刻度量杯、0.1——10ml系列移液管、洗耳球、250ml磨口廣口瓶、帶塑料蓋玻璃或塑料口杯或培養瓶等。
四 有菌環境組培應用前景
1.用於組培快繁農業園藝種苗，降低生產成本；
2.用於傳統組培污染瓶苗的利用，降低瓶苗廢棄率；
3.用於各類學校和家庭開展組培工作，有利於技術普及。

有菌條件下的創新植物組培技術操作規范
WYG/ZP99---09-20
本標准規范了在有菌環境條件下工廠化育苗過程中無性系材料的選取、培養基的配製、有菌環境條件下操作技術、外植體的培養、組培苗的育苗技術等。
本標准適用於國營、集體和個體的工廠化育苗。
工藝流程: 洗--浸--配--裝--消--種--養--栽--管
1．洗---培養瓶洗滌。
先將其中培養基沖干凈,然後在清水中浸泡1小時,刷洗瓶內污物,泡入1%的洗衣粉溶解液中,再進行刷洗,尤其是瓶口處也要認真刷洗.刷洗完後於水龍頭下以流水沖洗干凈.最後倒置於潔凈的器皿籃中,以便瀝干水分.
2．浸---培養瓶浸泡。
培養瓶常規洗凈後，浸入每升自來水加0.15 ml的S105溶液中1.5-2小時，以浸沒培養瓶為度。用時撈起培養瓶及瓶蓋倒扣濾干水即可。
3．配---培養基配製。
依照所設計的培養基配方，按比例吸取母液注入容量瓶內，加水定容，倒進不銹鋼鍋內加S106抗菌劑‵凝固劑和糖。邊加熱邊攪拌以免煮糊，使凝固劑和糖完全溶解。用鹽酸或氫氧化鈉溶液調整pH值，煮沸。
4．裝---培養基分裝。
分裝前甩干水滴， 將培養基趁熱均勻分裝到塑料口杯或培養瓶內，三十分鍾內蓋好瓶蓋。 把培養瓶放平，凝固後可進行接種.
5.消---外植體消毒。
將外植體用自來水沖洗干凈。材料（莖尖、莖段、葉片、花蕾等）首先用70%酒精消毒8---30秒，自來水沖洗2次。再用0.1%HgCl2溶液加「吐溫-80」兩滴，浸沒材料，輕微搖動，消毒5-12分鍾，再用自來水沖洗4-5次。最後浸泡在100ml的消毒液（100ml自來水中加入1mlB＋0.5ml S106）中30—60分鍾。
6．種---組培苗接種。
包括外植體接種、繼代接種和生根接種。
1)、工作環境：可選擇干凈整潔的房間，一張合適的桌子、一把椅子，准備好一個不銹鋼小托盤或一塊清潔的玻璃，兩把手術剪刀、兩把手術刀、兩把鑷子、一個裝有適量70%酒精的廣口瓶（高度適當低些，便於接種工具浸入、取出），一包葯棉和一個廢紙簍。
2)、接種過程：
①接種前；工作人員必須肥皂洗手，繼代、生根瓶苗用干凈的紗布在浸泡滅菌的盆內擦洗掉培養瓶外的塵土。
②將培養瓶、瓶苗、手術刀、鑷子、70%酒精廣口瓶、葯棉、工具架、無菌墊板等，整齊合理地擺放在桌子上。
③將瓶苗取出，放在經70%酒精消毒的無菌墊板上，進行接種材料的切割，每接種完一瓶，把殘渣倒入廢紙簍，用蘸有70%酒精的葯棉擦拭數遍，不留盲區，板面酒精稍干後，進行下一瓶接種材料的切割。
④切割材料的刀、剪、鑷子等，每接種完一瓶，用葯棉擦乾凈葉碎片、瓊脂，浸泡在70%的酒精中。
⑤接完後蓋緊瓶蓋.
7。養---組培苗培養。
培養室內的溫度控制在27（±2）℃。
光照強度為2000～3000Lx，光照時間每天10～12小時。
8。栽---組培苗移栽。
移苗基質為草炭土、珍珠岩、蛭石，三者體積比為1：1：1。將50穴的育苗穴盤中裝好基質後，在移栽前2天用3000—4000倍的悪霉靈或800—1000倍的多菌靈溶液淋透消毒.
移苗前洗干凈粘附在生根苗根上的培養基，不要損傷組培苗的幼根。移苗在煉苗蔭棚中進行，移植時，把根放進預先打好的小孔中，使根系舒展，填滿土充分壓實，使根土密接，要防止栽植過深、窩根或露根，每個容器內移苗一株，移植後隨即澆透水。
9．管---移植後管理
栽植後放入育苗床用無紡布作小拱蓋好小苗保濕，遮蔭70%左右。經常噴霧，保持無紡布濕潤，使空氣濕度為80%～95%。為防止發生病害，移苗後當天噴防病葯劑一次，以後每星期噴葯一次，常用葯劑和施用方法參照GB 6001-85。三周後打開小拱兩頭的無紡布，以後逐漸打開小拱兩邊的無紡布，25天後全部打開。移植成活後，噴霧可改為用灑花淋水。每7～10天淋施3g/L的尿素或復合肥的水溶液，施肥後淋一次清水沖洗葉面。生長弱的植株，適當增加噴施3g/L的尿素或磷酸二氫鉀溶液。
基本設備 滅菌鍋可以高壓鍋代替，無菌室（在家裡的話可以弄個大紙殼箱子，裡面按一盞紫外燈，用之前開燈滅菌半個小時），酒精燈，培養皿，三角瓶，鑷子，燒杯等（玻璃儀器可以從簡）
試劑 牛肉膏， 蛋白腖， Na k 等微量元素， 瓊脂 ，生長素（不加也能長出來），NaOH和KOH調節PH用，PH為中性。酒精，次氯酸鈉（滅菌外植體）
具體操作步驟網上有很多視頻和文章，你可以仔細觀看和閱讀，以上是憑記憶寫的，不全面，有什麼不懂的地方你可以再問我，我是學生物的應該還是多少能幫助你的。

❻ 植物無糖組培快繁技術的技術特點

1.1 CO2代替了糖作為植物體的碳源
在一般的有糖培養微繁殖中，小植物是以糖（如蔗糖、白砂糖、果糖等）作為主要碳源進行異養或兼養生長，糖被看作是植物組織培養中必不可少的物質添加到培養基中。而無糖培養微繁殖是以CO2作為小植株的唯一碳源，通過自然或強制性換氣系統供給小植株生長所需CO2，促進植物的光合作用進行自養生長。
1.2 環境控制促進植株的光合速率
在傳統的組織培養中，很少對植株生長的微環境進行研究，研究的重點是放在培養基的配方以及激素的用量和有機物質的添加上；而無糖組織培養技術是建立在對培養容器內環境控制的基礎上，根據容器中植株生長所需的最佳環境條件（如光照強度、CO2濃度、環境濕度、溫度、培養基質等）來對植株生長的微環境進行控制，最大限度地提高小植株的光合速率，促進植株的生長。
1.3 使用多功能大型培養容器
在傳統的組織培養中，由於培養基中糖的存在，為了防止污染，一般使用或者說只能使用小的培養容器。而無糖培養在培養過程中不使用糖及各類有機物質，極大地避免了污染的發生，可以使用各種類型的培養容器，小至試管，大至培養室。
1.4 多孔的無機材料作為培養基質
在傳統的組織培養中，通常使用瓊脂作為培養基質，而無糖培養主要是採用多孔的無機物質，如蛭石、珍珠岩、纖維、Florialite（一種蛭石和纖維的混合物）作為培養基質，可以極大地提高小植株的生根率和生根質量（肖玉蘭，2003）。
1.5 閉鎖型培養室
傳統組織培養中的培養室是半開放的，有許多的窗戶以利於陽光直接進入培養室，但自然光在進入培養室的同時也增加了降溫的成本，而且，一年四季、春夏秋冬，晴天、陰天、雨天，早晨、中午、下午、光的強度和分布是不均勻的。而無糖培養採用的是閉鎖型的培養室，通過人工或自動調控整個培養室環境，能周年進行穩定的生產。

❼ 什麼是花卉組培快繁技術

就是利用植物復的細胞制全能性 細胞形成愈傷組織 這個愈傷組織通俗點就是你在扦插月季這類植物時 下面不是要生根么 生根的部位就是愈傷組織 具體應該經過 先分化 再分化 脫分化 愈傷組織 個體植株 大概就經過這幾個過程！但首先 細胞得是活的 細胞全能性最高的是受精卵 所以最好是用種子進行培養
它可以利用在花卉上 為什麼說它是快速繁殖呢 說白了就是植物的克隆！你想 就拿玫瑰來說吧 如果我用播種繁殖 它要經過3到4年才能開花 但我用組織培養的花 等它長大就行 而且還保持了親本原有的優良品性！ 所以比起其他的繁殖方法 這種是比較快的 而且在科研上它是重要的一項技術 可以為科研提供更多同等的植株 提高可比性

❽ 植物組培快繁技術

植物快速繁殖就是快繁技術培訓資料介紹西南大學作為技術後盾，具備研發技術能力，更新較快，適應較強，可以看看專業培訓中心

❾ 植物無糖組培快繁技術的限制因素

1) 需要相對復雜的微環境（容器內環境）控制的知識和技巧
植物無糖組織培養微繁殖的研究和試驗已經非常成功，但實際應用還是受到一定的限制，其中的一個主要原因就是需要應用微環境控制方面專業的技術。沒有充分理解容器中小植株的生理特性，容器內的環境，容器外的環境，培養容器的物理或構造特性之間的關系，將不可能成功地應用光自養微繁殖系統，使用最少的能源和原料生產高品質的植株。光自養微繁殖控制系統的復雜性會導致設施設計的失敗，必須在充分認識和理解了光自養微繁殖的原理後，才能取得成功。
2） 培養的植物材料受到限制
與一般的微繁殖相比，光自養微繁殖需要較高質量的芽和莖，外植體需具有一定的葉面積，帶綠色子葉的體細胞胚也可進行光自養生長（Kozai T. et al.，2005）。外植體的質量越好培養效果越佳。
4 植物無糖組培快繁技術研究進展
植物無糖組織培養技術經過近20年的發展，基礎理論的建立和研究已經成熟，但商業化的應用還處於起步階段。在植物無糖組織快繁技術的應用中，CO2的供給和濃度的調控是其關鍵技術之一。在植物無糖組織培養過程中，為了增加培養容器中的CO2濃度，可採用兩種不同的CO2補充方式，一種是在密封的容器上使用透氣膜，通過自然換氣方式提供小植株光合作用所需的CO2（Aitken-Christie et al.，1995）。隨著無糖組織培養培養容器的不斷增大，強制性換氣系統得到了應用（Kozai T. et al.，2000；Xiao et al.2005）。與自然換氣相比，強制性換氣具有CO2濃度容易控制，操用方便，植物生長發育加快等特點。Xiao等（2005）在對calla lily和China fir進行的無糖培養研究表明，採用120L的培養容器，通過強制性換氣系統直接輸入CO2供植物生長。與傳統組織培養方式（培養基中添加蔗糖）相比，calla
lily的培養周期縮短50%、苗木移栽成活率由50%提高到95%；China fir苗木質量顯著提高，繼代和生根過程合二為一，且沒有愈傷組織的發生，而有糖培養則在基部產生愈傷組織，嚴重影響苗木移栽成活率。Xiao等(2005)等對Gerberas進行的無糖培養研究表明，與有糖培養相比，採用大規模容器和強制性換氣系統進行的無糖組織培養，植株的葉面積、莖乾重分別提高5.2和4.6倍，植株的凈光合速率和葉綠素含量分別提高9.2和2.2倍，苗木生根率和移栽成活率分別由62%、57%提高到98%、95%。(Tanaka M. et al.， 2005)、(Teixeira J.A. et al., 2006)進行桉樹的無糖組織培養研究表明，一種新型的小培養容器Vitron能提高試管苗在無糖培養條件下的生長質量，適合進行無糖組織培養生產。
在植物無糖組織培養中，培養基質對試管苗生長來說也是一個非常重要的因素。Afreen-Zobayed等（1999）對甘薯進行了瓊脂、gellan gum、蛭石、cellulose和Florialite等五種不同培養基質的無糖培養比較試驗，研究結果表明，以Florialite為培養基質生產的試管苗質量優於以瓊脂作為培養基質產生的試管苗，其中葉、根鮮重分別是後者的2.4和2.9倍，乾重分別是後者的2.2和2.8倍，且以Florialite為基質產生的試管苗凈光合速率最高。（Xiao et al., 2006）對statice進行的無糖組織培養研究也表明，與瓊脂相比，Florialite顯著提高試管苗生長和根的發生，以及凈光合速率。另外，光量子通量（Xiao et al., 2003）、培養容器換氣次數（Xiao et al., 2006）等環境因子均對試管苗生長產生影響。
到目前為止，植物無糖組織快繁技術已經在60餘種植物中獲得成功。與有糖培養相比，無糖組織培養技術顯示出其特有的優勢。特別是對於木本植物來說，無糖組織培養技術能顯著改善根的質量，提高生根率，消除了小植株生理和形態方面的紊亂，種苗質量顯著提高（Kozai T. et al.，2005）。（Afreen. et al., 2002a, b）以咖啡植物作為研究對象，利用無糖組織培養技術進行了大量體細胞胚胎發生方面的研究，研究結果表明，無糖組織培養能提高體細胞的質量，減少玻璃化和不正常體細胞胚發生機率，而且體細胞發生發育時期、大小比較均勻，便於工廠化生產。研究指出，無糖組織培養技術可能成為體細胞胚胎發生機理研究的有效工具或途徑。隨著無糖組織培養技術的不斷完善和成熟，這一技術已經開始在商業上慢慢得到應用和推廣（Kozai T. et al.，2004；Kozai T. et al.，2006）。