植物组培快繁技术培训

❶ 植物组培快繁技术的图书目录

绪论001
一、植物组培快繁技术的概念001
二、植物组培快繁的理论依据002
三、植物组培快繁体系的形成002
四、植物组培快繁的培养程序004
五、植物组培快繁技术的应用004
第一章 植物组培快繁实验室007
第一节 组培快繁实验室的设置007
一、实验室的设置要求007
二、实验室的组成008
第二节 植物组培快繁常用仪器设备010
一、电子分析天平和托盘天平010
二、高压灭菌锅012
三、烘箱012
四、酸度计012
五、超净工作台013
六、光照培养箱013
七、电蒸馏水器013
八、其他仪器设备014
第三节 必要的器皿及器械014
一、玻璃器皿014
二、金属器械015
【本章小结】016
【思考题】016
[技能训练1-1]参观植物组培快繁
实训室016
第二章 培养基及其配制018
第一节 培养基的种类018
第二节 培养基的成分及作用019
一、无机营养物019
二、有机营养成分019
三、植物生长调节物质020
四、琼脂021
五、活性炭021
第三节 常用培养基的配方及其特点021
一、几种常用培养基的配方021
二、几种常用培养基的特点025
第四节 培养基的选择026
第五节 培养基的配制027
一、母液的配制和保存027
二、培养基配制程序029
【本章小结】030
【思考题】030
[技能训练2-1]MS培养基母液的配制030
[技能训练2-2]固体培养基的配制032
第三章 无菌技术034
第四章 外植体的初代培养045
第五章 继代增殖培养057
第六章 试管苗的生根与移栽067
第七章 植物脱毒技术082
第八章 组培苗工厂化生产095
第九章 植物组培快繁技术实例113
附录
参考文献175
……

❷ 在植物组织培养中，微生物污染的途径主要有哪些

防止污染的主要措施是：

(1 )改善环境条件。接种室与培养室要定期做好消毒与净化，接种前工作台或接种箱要开紫外灯30min以上。培养室的相对湿度应控制在70％左右，相对湿度太高时可以用抽湿机抽湿。

（2）接种人员的培训很关键，应严格执行无菌操作，对接种中所需的工具，必须经严格灭菌后才能使用。在超净工作台的操作区内，不要放入过多的待用材料，避免气流被挡住。还要定期检查超净工作台的工作质量[8]。
(3 )严查接种材料。淘汰被真菌与细菌污染的接种材料。

（4）经常检查消毒锅的灭菌质量，若发现问题要立即检修。消毒锅的压力表降到零后不能马上出锅，因冷热空气作用产生的负压效应，使外界环境的冷空气倒吸入已灭菌的培养瓶内引起真菌污染，为避免该现象的发生，消毒后培养瓶应待锅内稍冷却后才出锅[9]。

（5）检查培养容器是否存在问题。培养容器封口多用塑料盖、胶塞、棉塞、薄膜等，塑料盖用久了易老化，密封性差，也会造成污染。林盛等配制了一种“4号消毒液”对培养瓶瓶口进行消毒处理，可以把培养基污染率控制在0.3％以下[10]。
3 继代培养中污染的防治
初始阶段所获得的无菌材料理论上是无菌的，但在后期或继代培养中也会出现污染，这除了操作不慎带菌外，继代材料在培养室也可能被螨传播的真菌污染。这类污染可从两方面防止：（1）扩大繁殖时应有合理的程序。在获得了最初的无菌培养物之后应将其中一部分作为“原种”保存起来，分批繁殖和复检后再提供给大规模生产。（2）可通过在培养基中加入抗菌剂来防止[3]。许婉芳等将多菌灵用于金线莲组织培养的抑菌促生长，效果明显优于甲霜灵、甲基托布津及混合物，在含有多菌灵的培养基中生长的金线莲，不受微生物污染，灭菌率达100%，无白化苗，苗健壮[11]。

对植物中的内生细菌，由于它潜伏得较深，表面消毒方法无法将其消除，有时在外植体的初期培养中，包括前几代的继代培养，往往在培养基上不易被肉眼察觉，随着继代次数增加，菌量逐渐累积发展，才在培养基上显现出来[12]。黄小荣等则认为植物组培中细菌污染的原因是休眠细菌芽孢萌发的结果[13]。可以通过在培养基中添加抗菌素、茎尖培养、降低PH值等措施防止和减少细菌等内生菌污染。

王亦菲等在彩色海芋快速繁殖至4～5代时，添加200mg/L的青霉素GK，能有效抑制内生菌的生长，且不影响繁殖系数[14]。翟建中等在长春蔓的组织培养中，对了抑制内生细菌 Xanthomonas sp.，使用链霉素的作用大于庆大霉素和头孢唑林钠，培养基中同时使用二种抗菌素，有利于防治细菌的抗药性，能较长时期地控制细菌污染的发展，但链霉素剂量增高，会对植物产生毒性[15]。

在培养基中添加抗菌剂，选择合适的浓度非常关键，浓度低了效果差而浓度高又容易对植物产生毒害，影响增殖或使培养的材料变黑，出现死苗、白化苗等。两种或两种以上的抗生素结合使用可以防治细菌的抗药性。抗生素和多菌灵等一般不耐高温，需要采用过滤灭菌，在生产中添加起来很不方便，而苯甲酸钠、山梨酸钾、丙酸钠等常用作食品中的防腐剂，能耐高温高压，在组培生产中使用比较方便。

植物材料中的内生菌也可采用反复茎尖培养的方法来脱除。因为致病菌在植物体内的分布是不均匀的，通过维管束传播，茎尖分生组织是不带菌的，通过反复的茎尖培养既可脱除内生菌又可脱病毒。

除了欧文氏菌属外，大多数细菌在介质PH小于4.5时不能生长。在紫苑属、鸢尾属、蔷薇属植物组织培养中，将培养基的PH值由5.8调至3.9～4.3，可防止大量的细菌污染[7]。胡庆等用低PH值（3.10）水培并改善容器通气条件，能使严重细菌污染的绿巨人团块正常增殖，对单株的生长无害，可生根的苗的比例比常规固培要高，基本解决了遭严重细菌污染后仍能带菌生产的问题[16]。

对已污染的培养物，有时因植物材料难得或重新发生要花费很多时间，也可切取较大的植株重新消毒接种。李春燕等用400或600万单位/L的青霉素无菌水溶液分别浸泡银白杨组培细菌污染苗60min或40min，可有效防治组培中的细菌污染。经处理过的苗继代培养时，不再重复出现细菌污染现象，且苗分化能力强，生根培养时，根系发达，移栽成活率高[17]。李颖等的实验研究证明，如果继代培养中只有真菌污染，采用3%的多菌灵无菌液浸泡0.5h以上即可，用无菌水冲洗后接种或不用无菌水冲洗直接接种都可消除真菌污染。如果在细菌污染和细菌、真菌同时污染的情况下，可采用 HgCl2消毒法，把污染的培养苗切割成较长的茎段作外植体，用自来水冲洗0.5h，再在超净工作台上用乙醇和HgCl2进行短时间的处理即可再度建立无菌苗培养体系[18]。

4 减少培养基中的有机成分
培养基中有机物的存在是污染产生的重要原因，去除有机物也是减少污染的一条途径。宋锋惠等在阿月浑子的组织培养中，除去培养基中的VB1、VB6、烟酸等（保留肌醇）有机成分，经 2～3代培养后，能抑制细菌生长，对丛生芽生长增殖没有影响。原因是这些都是某些细菌生长的必需物质，除去这些有机物后，细菌无法生长发育，逐渐死亡减少[19]。由日本的古在丰树教授首创的植物无糖组培快繁技术则完全除去了培养基中的有机成分，输入可控制量的CO2气体作为碳源，并通过控制环境因子，促进植株光合作用速率，使之由异养型转变为自养型，因而植株长势良好，污染率明显降低[20]。由于去除了糖，组培苗由玻璃瓶内培养改为箱式大容器培养，也可以整个培养室作为培养容器，甚至不需要严格的无菌操作，也极少污染，这项技术至少在许多植物组培苗的促根阶段应用是十分成功的。
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口罩的阻尘效率的高低是以其对微细粉尘，尤其对 2.5微 米以下的呼吸性粉尘的阻隔效率为标准。因为这一粒径的粉尘能直接入肺泡，对人体健康造成的影响最大。纱布口罩，其阻尘原理是机械式过滤，就是当粉尘冲撞到纱布时，经过—层层的阻隔,将一些大颗粒粉尘阻隔在沙布中。对于一些微细粉尘，尤其是小于2.5微米的粉尘，就会从纱布的网眼中穿过去，进入呼吸系统。防尘口罩，其滤料活性炭纤维毡垫或无纺布组成，那些小 于 2.5微米的呼吸性粉尘在穿过此种滤料的过程中。

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可以的。
植物都可通过植物组培快繁技术进行繁殖。
因为离体的植物器官、组织或细胞具有细胞的全能性，在特定条件下可形成新植株，如植物组织培养技术。

❹ 植物组培快繁有那些程序

配制培养基----培养基\器皿\用具灭菌----外植体消毒---接种----继代培养
具体的可以和我联系,[email protected].愿意互相学习.

❺ 业余爱好，想在家研究植物组织培养技术，需要哪些必备的设备和化学试剂

有菌条件下的创新植物组培技术简介

一、 有菌环境组培的概念
在有菌环境条件下，取植物体的一部分，接种在人工制造的抑菌培养基上，在人工控制的环境条件下培养，使其按照人们的意志方向发展，不断增殖，生根，形成完整植株的生产过程，称为有菌环境下组培技术，简称有菌环境组培。
二、 有菌环境组培的特点
1、 设备简化、投资少
传统组培设备的配套，一切都围绕着“无菌”二字，要求用品高压灭菌，无菌操作接种和无菌环境培养，而要达到“无菌”，设备投资大，技术要求严。创新有菌环境组培，由于在培养基中添加了安全高效抗菌剂，可在有菌环境条件下，接种、培养，省去了投资比例较大的高压灭菌锅和超净工作台。由于培养基不需要高压灭菌，所以培养瓶选择范围很宽，如利用一次性口杯做培养瓶，每瓶仅需0.1元左右。
2、 操作简便、效率高
有菌环境组培操作，从外植体至生根苗出瓶采用不同的安全高效抗菌剂，完成培养瓶消毒、抗菌培养基制作，外植体消毒，有菌环境条件下接种、培养，操作简便，工作效率提高3－4倍。
3、 工艺简单、易推广
在传统的组织培养中，严格的无菌环境、无菌操作、无菌培养成为必备条件，也使该技术成为投资大、成本高、难以普及的主要原因。创新有菌环境组培目标是面向广大农村和农民，所以把复杂繁琐的传统组培过程简化为：清洗培养瓶--浸泡瓶灭菌--配制培养基—分装冷凝- ---外植体消毒、接种、继代、生根—培养室培养养—瓶苗移栽--管理炼苗;
三、 有菌环境组培药品及设备配置
1、 药品
大量元素、微量元素、铁盐、有机物、植物生长调节剂、安全高效抗菌剂——‘S105’、‘S106’、‘S107’，75%酒精、盐酸、氢氧化钠、自来水、白糖、琼脂等。
2、 设备
普通房间、塑料筒、塑料盆、各种类型洗瓶刷、小瓷盘或不锈钢盘、药棉、垃圾桶、普通桌椅、电饭煲、简易接种箱、空调机、培养架、1‰天平、医用解剖剪、手术刀、镊子、塑料刻度量杯、0.1——10ml系列移液管、洗耳球、250ml磨口广口瓶、带塑料盖玻璃或塑料口杯或培养瓶等。
四 有菌环境组培应用前景
1.用于组培快繁农业园艺种苗，降低生产成本；
2.用于传统组培污染瓶苗的利用，降低瓶苗废弃率；
3.用于各类学校和家庭开展组培工作，有利于技术普及。

有菌条件下的创新植物组培技术操作规范
WYG/ZP99---09-20
本标准规范了在有菌环境条件下工厂化育苗过程中无性系材料的选取、培养基的配制、有菌环境条件下操作技术、外植体的培养、组培苗的育苗技术等。
本标准适用于国营、集体和个体的工厂化育苗。
工艺流程: 洗--浸--配--装--消--种--养--栽--管
1．洗---培养瓶洗涤。
先将其中培养基冲干净,然后在清水中浸泡1小时,刷洗瓶内污物,泡入1%的洗衣粉溶解液中,再进行刷洗,尤其是瓶口处也要认真刷洗.刷洗完后于水龙头下以流水冲洗干净.最后倒置于洁净的器皿篮中,以便沥干水分.
2．浸---培养瓶浸泡。
培养瓶常规洗净后，浸入每升自来水加0.15 ml的S105溶液中1.5-2小时，以浸没培养瓶为度。用时捞起培养瓶及瓶盖倒扣滤干水即可。
3．配---培养基配制。
依照所设计的培养基配方，按比例吸取母液注入容量瓶内，加水定容，倒进不锈钢锅内加S106抗菌剂‵凝固剂和糖。边加热边搅拌以免煮糊，使凝固剂和糖完全溶解。用盐酸或氢氧化钠溶液调整pH值，煮沸。
4．装---培养基分装。
分装前甩干水滴， 将培养基趁热均匀分装到塑料口杯或培养瓶内，三十分钟内盖好瓶盖。 把培养瓶放平，凝固后可进行接种.
5.消---外植体消毒。
将外植体用自来水冲洗干净。材料（茎尖、茎段、叶片、花蕾等）首先用70%酒精消毒8---30秒，自来水冲洗2次。再用0.1%HgCl2溶液加“吐温-80”两滴，浸没材料，轻微摇动，消毒5-12分钟，再用自来水冲洗4-5次。最后浸泡在100ml的消毒液（100ml自来水中加入1mlB＋0.5ml S106）中30—60分钟。
6．种---组培苗接种。
包括外植体接种、继代接种和生根接种。
1)、工作环境：可选择干净整洁的房间，一张合适的桌子、一把椅子，准备好一个不锈钢小托盘或一块清洁的玻璃，两把手术剪刀、两把手术刀、两把镊子、一个装有适量70%酒精的广口瓶（高度适当低些，便于接种工具浸入、取出），一包药棉和一个废纸篓。
2)、接种过程：
①接种前；工作人员必须肥皂洗手，继代、生根瓶苗用干净的纱布在浸泡灭菌的盆内擦洗掉培养瓶外的尘土。
②将培养瓶、瓶苗、手术刀、镊子、70%酒精广口瓶、药棉、工具架、无菌垫板等，整齐合理地摆放在桌子上。
③将瓶苗取出，放在经70%酒精消毒的无菌垫板上，进行接种材料的切割，每接种完一瓶，把残渣倒入废纸篓，用蘸有70%酒精的药棉擦拭数遍，不留盲区，板面酒精稍干后，进行下一瓶接种材料的切割。
④切割材料的刀、剪、镊子等，每接种完一瓶，用药棉擦干净叶碎片、琼脂，浸泡在70%的酒精中。
⑤接完后盖紧瓶盖.
7。养---组培苗培养。
培养室内的温度控制在27（±2）℃。
光照强度为2000～3000Lx，光照时间每天10～12小时。
8。栽---组培苗移栽。
移苗基质为草炭土、珍珠岩、蛭石，三者体积比为1：1：1。将50穴的育苗穴盘中装好基质后，在移栽前2天用3000—4000倍的悪霉灵或800—1000倍的多菌灵溶液淋透消毒.
移苗前洗干净粘附在生根苗根上的培养基，不要损伤组培苗的幼根。移苗在炼苗荫棚中进行，移植时，把根放进预先打好的小孔中，使根系舒展，填满土充分压实，使根土密接，要防止栽植过深、窝根或露根，每个容器内移苗一株，移植后随即浇透水。
9．管---移植后管理
栽植后放入育苗床用无纺布作小拱盖好小苗保湿，遮荫70%左右。经常喷雾，保持无纺布湿润，使空气湿度为80%～95%。为防止发生病害，移苗后当天喷防病药剂一次，以后每星期喷药一次，常用药剂和施用方法参照GB 6001-85。三周后打开小拱两头的无纺布，以后逐渐打开小拱两边的无纺布，25天后全部打开。移植成活后，喷雾可改为用洒花淋水。每7～10天淋施3g/L的尿素或复合肥的水溶液，施肥后淋一次清水冲洗叶面。生长弱的植株，适当增加喷施3g/L的尿素或磷酸二氢钾溶液。
基本设备 灭菌锅可以高压锅代替，无菌室（在家里的话可以弄个大纸壳箱子，里面按一盏紫外灯，用之前开灯灭菌半个小时），酒精灯，培养皿，三角瓶，镊子，烧杯等（玻璃仪器可以从简）
试剂 牛肉膏， 蛋白胨， Na k 等微量元素， 琼脂 ，生长素（不加也能长出来），NaOH和KOH调节PH用，PH为中性。酒精，次氯酸钠（灭菌外植体）
具体操作步骤网上有很多视频和文章，你可以仔细观看和阅读，以上是凭记忆写的，不全面，有什么不懂的地方你可以再问我，我是学生物的应该还是多少能帮助你的。

❻ 植物无糖组培快繁技术的技术特点

1.1 CO2代替了糖作为植物体的碳源
在一般的有糖培养微繁殖中，小植物是以糖（如蔗糖、白砂糖、果糖等）作为主要碳源进行异养或兼养生长，糖被看作是植物组织培养中必不可少的物质添加到培养基中。而无糖培养微繁殖是以CO2作为小植株的唯一碳源，通过自然或强制性换气系统供给小植株生长所需CO2，促进植物的光合作用进行自养生长。
1.2 环境控制促进植株的光合速率
在传统的组织培养中，很少对植株生长的微环境进行研究，研究的重点是放在培养基的配方以及激素的用量和有机物质的添加上；而无糖组织培养技术是建立在对培养容器内环境控制的基础上，根据容器中植株生长所需的最佳环境条件（如光照强度、CO2浓度、环境湿度、温度、培养基质等）来对植株生长的微环境进行控制，最大限度地提高小植株的光合速率，促进植株的生长。
1.3 使用多功能大型培养容器
在传统的组织培养中，由于培养基中糖的存在，为了防止污染，一般使用或者说只能使用小的培养容器。而无糖培养在培养过程中不使用糖及各类有机物质，极大地避免了污染的发生，可以使用各种类型的培养容器，小至试管，大至培养室。
1.4 多孔的无机材料作为培养基质
在传统的组织培养中，通常使用琼脂作为培养基质，而无糖培养主要是采用多孔的无机物质，如蛭石、珍珠岩、纤维、Florialite（一种蛭石和纤维的混合物）作为培养基质，可以极大地提高小植株的生根率和生根质量（肖玉兰，2003）。
1.5 闭锁型培养室
传统组织培养中的培养室是半开放的，有许多的窗户以利于阳光直接进入培养室，但自然光在进入培养室的同时也增加了降温的成本，而且，一年四季、春夏秋冬，晴天、阴天、雨天，早晨、中午、下午、光的强度和分布是不均匀的。而无糖培养采用的是闭锁型的培养室，通过人工或自动调控整个培养室环境，能周年进行稳定的生产。

❼ 什么是花卉组培快繁技术

就是利用植物复的细胞制全能性 细胞形成愈伤组织 这个愈伤组织通俗点就是你在扦插月季这类植物时 下面不是要生根么 生根的部位就是愈伤组织 具体应该经过 先分化 再分化 脱分化 愈伤组织 个体植株 大概就经过这几个过程！但首先 细胞得是活的 细胞全能性最高的是受精卵 所以最好是用种子进行培养
它可以利用在花卉上 为什么说它是快速繁殖呢 说白了就是植物的克隆！你想 就拿玫瑰来说吧 如果我用播种繁殖 它要经过3到4年才能开花 但我用组织培养的花 等它长大就行 而且还保持了亲本原有的优良品性！ 所以比起其他的繁殖方法 这种是比较快的 而且在科研上它是重要的一项技术 可以为科研提供更多同等的植株 提高可比性

❽ 植物组培快繁技术

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❾ 植物无糖组培快繁技术的限制因素

1) 需要相对复杂的微环境（容器内环境）控制的知识和技巧
植物无糖组织培养微繁殖的研究和试验已经非常成功，但实际应用还是受到一定的限制，其中的一个主要原因就是需要应用微环境控制方面专业的技术。没有充分理解容器中小植株的生理特性，容器内的环境，容器外的环境，培养容器的物理或构造特性之间的关系，将不可能成功地应用光自养微繁殖系统，使用最少的能源和原料生产高品质的植株。光自养微繁殖控制系统的复杂性会导致设施设计的失败，必须在充分认识和理解了光自养微繁殖的原理后，才能取得成功。
2） 培养的植物材料受到限制
与一般的微繁殖相比，光自养微繁殖需要较高质量的芽和茎，外植体需具有一定的叶面积，带绿色子叶的体细胞胚也可进行光自养生长（Kozai T. et al.，2005）。外植体的质量越好培养效果越佳。
4 植物无糖组培快繁技术研究进展
植物无糖组织培养技术经过近20年的发展，基础理论的建立和研究已经成熟，但商业化的应用还处于起步阶段。在植物无糖组织快繁技术的应用中，CO2的供给和浓度的调控是其关键技术之一。在植物无糖组织培养过程中，为了增加培养容器中的CO2浓度，可采用两种不同的CO2补充方式，一种是在密封的容器上使用透气膜，通过自然换气方式提供小植株光合作用所需的CO2（Aitken-Christie et al.，1995）。随着无糖组织培养培养容器的不断增大，强制性换气系统得到了应用（Kozai T. et al.，2000；Xiao et al.2005）。与自然换气相比，强制性换气具有CO2浓度容易控制，操用方便，植物生长发育加快等特点。Xiao等（2005）在对calla lily和China fir进行的无糖培养研究表明，采用120L的培养容器，通过强制性换气系统直接输入CO2供植物生长。与传统组织培养方式（培养基中添加蔗糖）相比，calla
lily的培养周期缩短50%、苗木移栽成活率由50%提高到95%；China fir苗木质量显著提高，继代和生根过程合二为一，且没有愈伤组织的发生，而有糖培养则在基部产生愈伤组织，严重影响苗木移栽成活率。Xiao等(2005)等对Gerberas进行的无糖培养研究表明，与有糖培养相比，采用大规模容器和强制性换气系统进行的无糖组织培养，植株的叶面积、茎干重分别提高5.2和4.6倍，植株的净光合速率和叶绿素含量分别提高9.2和2.2倍，苗木生根率和移栽成活率分别由62%、57%提高到98%、95%。(Tanaka M. et al.， 2005)、(Teixeira J.A. et al., 2006)进行桉树的无糖组织培养研究表明，一种新型的小培养容器Vitron能提高试管苗在无糖培养条件下的生长质量，适合进行无糖组织培养生产。
在植物无糖组织培养中，培养基质对试管苗生长来说也是一个非常重要的因素。Afreen-Zobayed等（1999）对甘薯进行了琼脂、gellan gum、蛭石、cellulose和Florialite等五种不同培养基质的无糖培养比较试验，研究结果表明，以Florialite为培养基质生产的试管苗质量优于以琼脂作为培养基质产生的试管苗，其中叶、根鲜重分别是后者的2.4和2.9倍，干重分别是后者的2.2和2.8倍，且以Florialite为基质产生的试管苗净光合速率最高。（Xiao et al., 2006）对statice进行的无糖组织培养研究也表明，与琼脂相比，Florialite显著提高试管苗生长和根的发生，以及净光合速率。另外，光量子通量（Xiao et al., 2003）、培养容器换气次数（Xiao et al., 2006）等环境因子均对试管苗生长产生影响。
到目前为止，植物无糖组织快繁技术已经在60余种植物中获得成功。与有糖培养相比，无糖组织培养技术显示出其特有的优势。特别是对于木本植物来说，无糖组织培养技术能显著改善根的质量，提高生根率，消除了小植株生理和形态方面的紊乱，种苗质量显著提高（Kozai T. et al.，2005）。（Afreen. et al., 2002a, b）以咖啡植物作为研究对象，利用无糖组织培养技术进行了大量体细胞胚胎发生方面的研究，研究结果表明，无糖组织培养能提高体细胞的质量，减少玻璃化和不正常体细胞胚发生机率，而且体细胞发生发育时期、大小比较均匀，便于工厂化生产。研究指出，无糖组织培养技术可能成为体细胞胚胎发生机理研究的有效工具或途径。随着无糖组织培养技术的不断完善和成熟，这一技术已经开始在商业上慢慢得到应用和推广（Kozai T. et al.，2004；Kozai T. et al.，2006）。